Práctica 15: Test rápido para la detección cualitativa de Rotavirus en heces

Test rápido para la detección cualitativa de Rotavirus en heces (23/01/2020)

• Objetivo:

El objetivo que persigue esta técnica es investigar la presencia o no de los antígeno de Rotavirus de manera cualitativa en la muestra de heces humanas.

• Fundamento:

Rotavirus cassette es un test rápido inmunocromatográfico para la detección cualitativa de antígenos de Rotavirus lo que nos sirve de ayuda en el diagnóstico de una posible infección.

En la zona de la línea del test de la membrana se han fijado unos anticuerpos monoclonales frente a a antígenos de Rotavirus. Durante el proceso, la muestra reacciona con partículas que presentan en su superficie anticuerpos anti-Rotavirus. En caso de resultado positivo, los anticuerpos específicos frente presentes en la membrana reaccionarán con la mezcla de conjugado y aparecerán dos líneas en vez de una.

• Materiales:

Entre los materiales que debemos usar para realizar la práctica se encuentran:

1. Cassette (test)
2. Vial de la muestra para su dilución
3. Muestra de heces humanas
4. Papel de filtro
5. Guantes, mascarilla, bata

• Procedimiento:

El procedimiento a seguir es el siguiente:

1. Atemperar la muestra, el vial.
2. Introducir 3 veces el vial en la muestra para una recogida correcta.
3. Cerrar el vial y agitar para la adecuada dilución de la muestra con el líquido diluyente contenido en el vial.
4. Abrir la bolsa del test y etiquetarlo.
5. Dispensar 4 gotas de la dilución en el pocillo marcado con la letra S.
6. Esperar 10 minutos para describir los resultados.

• Resultados:

Resultado test.

En la imagen se puede apreciar la existencia de una sola línea lo que quiere decir que no hay presencia de antígeno de Rotavirus, es decir, resultado negativo.

• Conclusión. Incidencias:

Es una técnica sencilla rápida y en la que hemos ido siguiendo en grupo el protocolo por lo que no hemos tenido ningún error y la hemos entendido que es de lo que se trata.

• Bibliografía:

Clonatest.Test rápido para la detección de antígenos rotavirus.[Internet].[Consultado el 3 de marzo 2020] Disponible en: https://linear.es/ficheros/archivos/CT_45401_Rotavirus_cassette_20t_cas_Rev._02.pdf

Práctica 14: Determinación rápida del antígeno Giardia lamblia

Determinación rápida del antígeno Giardia lamblia (23/01/2020)

• Objetivo:

El objetivo que tiene esta práctica es detectar el antígeno Giardia en muestra de heces humanas, mediante un test rápido.

• Fundamento:

Esta técnica consiste en detectar los antígenos mientras que transcurre con la membrana del test, ya que esta contiene los anticuerpos correspondientes anti-Gardia.

En caso de que se produzca dicha unión, se van a formar dos líneas, lo que nos indicaría un resultado positivo.

• Materiales:

Entres lo materiales que necesitamos para llevar a cabo esta técnica se encuentran:

1. Cassette (test)
2. Muestra de heces humanas
3. Vial para la toma de muestra y dilución
4. Guantes, mascarilla, bata
5. Papel de filtro

• Procedimiento:

Los pasos que debemos seguir son los siguientes:

1. Atemperar el test, vial y la muestra.
2. Desenroscar la parte superior del vial e introducir la varilla varias veces en la muestra.
3. Cerramos el vial y agitamos para homogeneizar y diluir la muestra con el líquido diluyente.
4. Abrimos el cassette, lo sacamos sobre un papel de filtro y lo etiquetamos.
5. Se rompe la parte de arriba del vial.
6. Verter 3 gotas del contenido del vial en el pocillo del test indicado con la letra S.
7. Esperar 10 minutos para realizar la lectura.

• Resultados:

Resultado test.

En la imagen podemos ver que el resultado ha sido negativo ya que únicamente aparece una línea en el área de control lo que también nos indica que el test se encuentra en buenas condiciones.

No es positivo ya que para ello en el otro área debería haber salido otra línea además.

-Resultado positivo:

Imagen tomada de Internet.

En esta imagen si se puede ver la presencia de dos líneas, por el que si se ha detectado el antígeno.

• Conclusión. Incidencias:

Ha sido una práctica que me ha gustado en general como el resto de los test porque son técnicas rápidas, sencillas y muy visuales.

Hemos seguido en grupo todo el protocolo correctamente por lo que no hemos tenido ninguna incidencia y tuvimos en cuenta el dejar el cassette en su bolsa hasta el momento de su uso para evitar posibles contaminaciones.

• Bibliografía:

MonlabTest. Test rápido para la detección de antígenos en Giardia.[Internet].[Consultado 3 de marzo 2020].Disponible en: http://www.monlab.es/document/Muestras%20fecales/IFU%20giardia%20monlabtest.pdf

Práctica 13: Prueba rápida para la detección de antígenos de Helicobacter pylori

Prueba rápida para la detección de antígenos de Helicobacter pylori (23/01/2020)

• Objetivo:

El objetivo principal que persigue esta técnica es detectar de manera cualitativa, posibles antígenos de la bacteria Helicobacter pylori.

• Fundamento:

Este tipo de bacteria es una que infecta el aparato digestivo. La prueba consiste en detectar el antígeno helicobacter pylori a través de una muestra de heces humana. Es una herramienta precisa para el diagnóstico de una infección activa por H. pylori.

• Materiales:

Los materiales requeridos son los siguientes:

1. Cassette del test.
2. Envase para la toma de muestra.
3. Vial de la muestra con diluyente.
4. Heces humanas.
5. Papel de filtro.
6. EPIS.

• Procedimiento:

Los pasos a seguir son:

1. Desenroscar la parte de arriba del vial e introducirla lo más vertical posible hasta 4 veces en la muestra de heces.
2. Cerrar el vial con el tampón y la muestra.
3. Agitar para poder asegurar una buena dispersión.
4. Usar el test dispensando 3 gotas en el pocillo para la muestra (S).
5. Poner en marcha el cronómetro.
6. Realizar la lectura a los 10 minutos.

• Resultados:

El resultado que hemos obtenido:

kit que contiene el vial más el cassette.

Cassette.

Como se puede observar el resultado obtenido ha sido negativo, ya que únicamente aparece una línea en el área de control C, lo que nos indica que no se ha detectado el antígeno H. pylori.

• Conclusión. Incidencias:

Durante el desarrollo de la práctica no ha habido ninguna incidencia ya que se ha leído y seguido el protocolo correctamente.

Ha sido una práctica muy interesante y muy visual y sencilla.

• Bibliografía:

BIONEXIA. Helicobacter pylori Ag.[Internet].[Consultado 28 febrero 2020]. Disponible en: https://www.biomerieux.es/diagnostico-clinico/productos/bionexiar-h-pylori-ag

Práctica 12: Técnica de Ficoll

2º Evaluación

Técnica de Ficoll ( 28/11/2019)

• Objetivo:

El objetivo principal que persigue esta práctica es la observación al microscopio  de las células sanguíneas que son posibles a visualizar a partir de esta técnica. Además se pretende observar las diferentes capas obtenidas junto con su contenido.

• Fundamento:

Esta técnica consiste en la separación celular por gradiente de densidad, y con ello poder separar las células mononucleares de sangre periférica de otras células de la sangre.

Durante la centrifugación lo que ocurre es que se van formando varias capas debido a las distintas densidades. El sedimento está formado por granulocitos y eritrocitos que han migrado a través del medio por presentar una mayor densidad que el Ficoll y por su tendencia a formar agrupaciones.

• Material:

Entre los materiales requeridos para llevar a cabo esta técnica se necesita:

1. Tubos de plástico estéril de 10 ml.
2. Ficoll.
3. Suero fisiológico estéril, 50 ml.
4. Pipetas Pasteur de vidrio.
5. Gradilla.
6. Muestra de sangre con EDTA.
7. Centrífuga.
8. Tinción panóptico.
9. Microscopio.
10. Portaobjeto.
11. EPIS.

• Procedimiento:

Lo pasos que se deben seguir son:

1. Extraer la muestra de sangre de un compañero.
2. Realizar una dilución de sangre y suero salino fisiológico, es decir, dispensar 2 ml de sangre y 2 ml de SSF.
3. Dispensar en un tubo de plástico 3 ml de Ficoll y 4 ml de la dilución anterior con cuidado para que no se mezclen.
4. Centrifugar 1800 rpm durante 25 minutos.
5. Recoger la fracción de leucocitos con la pipeta Pasteur.
6. Realizar una extensión y dejar secar.
7. Teñir la extensión con panóptico rápido.
8. Dejar secar y observar al microscopio.

• Resultados:

Bote de Ficoll

Tubo con tapón de rosca.

En la imagen se puede observar el tubo que contiene los 3 ml de Ficoll mas los 4 ml de la dilución preparada previamente.

Soluciones que componen el Panóptico rápido.

Tubo obtenido tras la centrifugación.

Se puede apreciar que  la capa de Ficoll ya que es menos denso que el sedimento está por encima del mismo. Encima del Ficoll se encuentra otra capa fina formada por las células mononucleares. Finalmente sobre esa, se encuentran las plaquetas y el plasma.

Vista al microscopio

Lo que pudimos observar es eso que pensamos que por su morfología y color pueden ser linfocitos.

• Conclusión. Incidencias:

Ha sido una práctica muy interesante y además sencilla. Durante el desarrollo de la misma no hemos tenido incidencia, simplemente mencionar que a la hora de visualizar al microscopio no logramos ver muchas células con claridad.

• Bibliografía:

Mi laboratorio de inmunología. Técnica Ficoll: Separación celular por gradiente de densidad.[Internet].[Consultado 28 febrero 2020]. Disponible en: http://milaboratoriodeinmunologia.blogspot.com/2017/01/tecnica-de-ficoll-separacion-celular.html

Práctica 11: Determinación de la hormona Gonadotropina Coriónica

Determinación de Gonadotropina Coriónica (21/11/2019)

• Objetivo:

La finalidad que persigue esta técnica es determinar la presencia de esta hormona en la muestra. En el caso nuestro la muestra que hemos usado ha sido la orina de una compañera. 

Como la técnica anterior, se trata de un análisis cualitativo ya que determina la presencia o no de la hormona.

• Fundamento:

Es una prueba rápida de aglutinación en porta para la detección directa de la hormona Gonadotropina Coriónica humana en orina. 

La determinación se efectúa ensayando una suspensión de partículas látex recubiertas con anticuerpos monoclonales anti-hGG, frente a las muestras problema.

• Materiales:

1. Orina de una compañera.
2. Tarjeta con 6 círulos para depositar las muestras.
3. Bote específico para la toma de la muestra.
4. Papel de filtro.
5. Kit con los reactivos: Látex, control positivo y control negativo.
6. Pipetas Pasteur.

• Procedimiento:

El procedimiento consta de varios pasos:

1. Atemperar los reactivos del kit.
2. Depositar 2 gotas de orina en uno de los círculos de la tarjeta y en los adicionales, el control positivo y el negativo.
3. Añadir a cada círculo 1 gota del reactivo hCG-Látex.
4. Con una pipeta desechable realizar la mezcla, de manera que cubra por completo la superficie interior de cada anillo. (Para cada mezcla se deben usar distintas pipetas).
5. Después mover la tarjeta, agitándola durante 2 minutos.
6. Pasado este tiempo, realizar la lectura.

Imagen tomada de Internet:

https://www.beatriztufarmaceutica.com/2018/01/26/como-recoger-una-muestra-de-orina-de-forma-correcta-y-no-fracasar-en-el-intento/ 

El resultado que hemos obtenido ha sido negativo ya que en el pocillo en el que se encuentra la mezcla de la muestra (orina) con el reactivo látex no ha presentado aglutinación.

Por otro lado, la prueba ha sido correcta con el kit correcto ya que el control positivo ha presentado aglutinación.

• Conclusión/Incidencias:

El resultado que hemos obtenido ha sido el esperado viendo lo que el protocolo nos indicaba previamente y durante el procedimiento no ha ocurrido ninguna incidencia.

Fuente bibliográfica:
http://www.linear.es/ficheros/archivos/4120050_hCG_strip_50t_orina_cas_Rev04.pdf

Práctica 10: Determinación de Clamidia

   Determinación de clamidia (15/11/2019)

• Objetivo:

El objetivo de esta práctica es determinar la presencia de esta sustancia en la muestra. En nuestro caso la orina. Es una prueba cualitativa donde simplemente se determina la presencia o no de la sustancia.

• Fundamento:

En una prueba de inmunoensayo de flujo lateral cualitativa para la detección de Chlamydia.

Durante la prueba, la solución extraída del antígeno reacciona con un anticuerpo a clamidia que está recubierto con partículas. La mezcla migra hacia arriba para reaccionar con el anticuerpo a clamidia en la membrana y genera una línea coloreada en la región de la banda de prueba.

• Materiales:

1.  Pipeta de vidrio
2. - Auxiliar de pipeteo
3. - Tubos de ensayo (grandes y pequeños)
4. - Orina
5. - Agua destilada
6. - Vaso precipitado
7. - Gradilla
8. - Cassette
9. - Reactivos A y B
10. - Pipeta Pasteur.

• Procedimiento:

1.  Llenamos 8 tubos de ensayo con 4 mL de orina y 4 mL de agua destilada cada uno, para compensar el equilibrio de la centrífuga.
2. Centrifugamos durante 15 minutos a 3000 r.p.m.
3. Retiramos el sobrenadantey a continuación le añadimos 4 gotas de reactivo A y al final lo homogeneizamos.
4.  Lo vertemos todo en un tubo más pequeño  que es específico del kit y lo dejamos reposar 2 minutos.
5.  Pasado este tiempo añadimos 4 gotas del reactivo B y lo agitamos.
6.  Dejamos reposar 1 minuto.
7.  Añadimos con una pipeta Pasteur 3 gotas de nuestra muestra (orina) en un cassette.
8.  Esperamos 10 minutos y realizamos la correspondiente lectura.

El resultado que se ha obtenido ha sido negativo

Se puede ver que en cada test  que en el control ha salido una línea simplemente,esto quiere decir que el resultado es negativo, es decir, la muestra no contiene esta sustancia.

• Conclusión/incidencias:

Ha sido interesante, nunca había realizado una práctica donde se determinara este tipo de sustancia. 

La hemos repetido dos veces ya que la primera vez en los tubos de ensayos solo depositamos la muestra de orina del compañero pero no agua destilada y por ello hoy la hemos repetido.

Fuente bibliográfica:
http://www.linear.es/ficheros/archivos/4240220_Chlamydia_cassette_20t_cas.pdf

Práctica 9: Determinación de Marihuana

Determinación de Marihuana (14/11/2019)

• Objetivo:

El objetivo perseguido en esta práctica es la detección cualitativa de esta sustancia en una muestra de orina humana.

• Fundamento:

Es un inmunoensayo visual para la detección cualitativa de los metabolitos del THC.

Se basa en el principio de unión competitiva. Las drogas que pueden estar presente en la muestra de orina compite frente al conjugado de droga en los puntos de unión al anticuerpo.

• Materiales:

1. Muestra de orina humana
2. Bote de recogida de orina
3. Cassette
4. Pipeta especial para depositar 3 gotas de la muestra
5. Papel de filtro

• Procedimiento:

El procedimiento es muy sencillo ya que simplemente se parte de un bote de orina del cual con ayuda de la pipeta que viene en el kit se toma 3 gotas y se deposita en el cassette. Al cabo de 5 minutos realizar la lectura y observar la presencia de una línea o dos. En caso de una indica resultado positivo y si hay dos líneas el resultado es negativo.

• Conclusión. Incidencias:

El resultado que hemos obtenido ha sido doble, uno positivo y otro negativo. Durante el proceso no han ocurrido incidencias.

Me ha sorprendido mucho esta práctica ya que nunca antes la había realizado y no imaginaba como se podía hacer.

Fuente bibliográfica:
https://linear.es/ficheros/archivos/4465240_Marijuana_cassette_40t_cas.pdf

Práctica 8: Factor reumatoide

             Factor reumatoide (24/10/2019)

• Objetivo:

La finalidad de esta práctica es ver si a partir de la mezcla del suero con el látex contenido en los círculos de la placa hay aglutinación o no y ver con ello la presencia del factor reumatoide. Además como en otras prácticas realizadas, perfeccionar el concepto de estas técnicas de aglutinación.

• Fundamento:

Es una prueba rápida de aglutinación que se basa en la detección directa y en la semicuantificación en porta de los factores reumatoides presentes en el suero. La presencia o ausencia de aglutinación va a ser indicativa de si hay o no ese factor reumatoide en la muestra analizada.

• Materiales:

Para llevar a cabo esta práctica disponemos previamente del material necesario:

1. Kit con sus componentes.
2. Entre sus componentes se encuentran unos bolas de látex que están recubiertas por IgG, que reaccionan con el factor reumatoide.
3. Tarjeta con las 6 bolas de látex.
4. Suero.
5. Micropipeta y sus puntas.
6. Soporte de micropipetas.
7. Recipiente para puntas.

• Procedimiento:

El procedimiento a seguir es sencillo ya que simplemente consiste en depositar con la micropipeta de puntas amarillas el suero (50 microlitros) en el círculo de la placa y posteriormente los reactivos que contiene el kit, 1 gota. A continuación mezclar y al cabo de 2 minutos realizar la correspondiente lectura viendo si hay o no aglutinación. Si la hay, indica la presencia del factor reumatoide en la muestra. 

Una vez que finalizamos el proceso y esperamos el tiempo estimado, el resultado obtenido es negativo, es decir, no ha habido aglutinación y por tanto no hay presencia del factor reumatoide en la muestra.

 

Resultado positivo:

Fuente:

http://milaboratoriodeinmunologia.blogspot.com/2016/12/factor-reumatoide.html

• Conclusión. Incidencias:

Esta práctica ha sido muy interesante y especialmente visual ya que se puede apreciar y distinguir perfectamente la presencia de aglutinación. Al final de la práctica y una vez estudiado el contenido he comprendido mejor que se trata de una técnica de aglutinación indirecta.


Fuente bibliográfica:

http://www.linear.es/ficheros/archivos/343_2355025cas.pdf

Práctica 7: Reacción de Ouchterlony o doble difusión

Reacción de Ouchterlony o doble difusión (24/10/2019)

• Objetivo:

El objetivo de esta práctica es identificar si existe una banda o más de precipitación en la placa para saber si ha habido una unión entre el antígeno y los diferentes sueros (Anticuerpos). 

Además con esta práctica se pretende saber realizar correctamente esta técnica que es un tipo de precipitación en gel, técnica de difusión espontánea.

• Fundamento:

En esta técnica lo que se va a trabajar es la relación entre antígeno y anticuerpo cada uno de ellos cargados en los pocillos de una placa para ver si se producen entre ellos bandas de precipitación. 

La longitud de la difusión va a ser proporcional a la concentración del antígeno.

• Materiales:

1. Placa de Petri
2. Balanza
3. Vidrio de reloj
4. Sueros
5. Anti-Ig G
6. Pipetas graduadas
7. Soporte de pipetas
8. Tampón TAE 1X
9. Agarosa
10. Bote para agarosa
11. Pipeta Pasteur de 3 ml.
12. Puntas blancas de micropipetas

• Procedimiento:

El procedimiento que hemos seguido ha sido como siempre preparar todo el material necesario.

Pesar en la balanza 0,25 g de agarosa.

Medir 25 ml de tampón TAE.

Mezclar y dejar enfriar en el bote preparado para agarosa.

Después depositar en las placas. Cuando solidifique, hacer los correspondientes pocillos (6 alrededor para sueros(2 mm) y uno central de mayor diámetro(8 mm) para el antígeno).

En cada uno de los pocillos de alrededor han ido los sueros de diferentes personas (10 microlitros) y en el pocillo central el Anti-Ig G (2 gotas).

Las placas finalmente las hemos dejado reposar a 37ºC durante 48 horas para ver los resultados.

Después de las 48 horas hemos podido ver que a penas ha habido difusión. Lo que se debería de ver es una banda de precipitación, de unión entre el antígeno y el anticuerpo.

Algunos de los sueros si han difundido pero el Anti-Ig G no.

  

Resultados esperados que se hubiera apreciado:

 

-Fuente:

https://jflabclinico.wordpress.com/tecnica-doble-difusion-easy-plate-y-manual/

• Conclusión Incidencias:

Hemos llegado a varias conclusiones tras ver los resultados obtenidos.

Por un lado pensamos que la distancia que hemos establecido entre el pocillo central y los de alrededor es demasiado grande y por eso no ha habido difusión. Pero también creemos que se puede deber a que los reactives no estén en buenas condiciones o que hayamos depositado una cantidad insuficiente de los mismos.

Práctica 6: Minideterminación del grupo sanguíneo en portaobjeto

Determinación del grupo sanguíneo en portaobjeto (24/10/2019)

• Objetivo:

El objetivo de esta práctica es identificar a qué grupo sanguíneo pertenece la sangre de dos compañeras viendo también si funcionan o no correctamente los reactivos a usar. Además de esta manera ir tomando destreza en el reconocimiento de los diferentes grupos sanguíneos.

• Fundamento:

Clasificar en un grupo sanguíneo en concreto quiere decir, clasificar la sangre en función de sus características, tanto en el suero de la sangre como en la superficie de los eritrocitos.

Es una prueba rápida pero que ayuda a comprender mejor este concepto y los tipos que hay.

También es muy usada para donar sangre y ver si existe la compatibilidad deseada.

• Materiales:

Entre los materiales que hemos usado se encuentran los siguientes:

1. Portaobjetos
2. Frascos Anti-A, Anti-B
3. Algodón
4. Alcohol etílico 96º
5. Muestra de sangre capilar de ambas compañeras
6. Palito para la mezcla
7. Lancetas estériles

• Procedimiento:

El procedimiento seguido es tomar la muestra de sangre capilar utilizando lancetas estériles para ello. Después se depositan 3 gotas de la sangre de cada una de las compañeras en el portaobjetos y a continuación se depositan los reactivos Anti-A y Anti-B. No debemos dejarlo actuar por sí solo, sino que con ayuda de un palito se debe de mezclar el reactivo con la sangre.

El resultado que debemos de ver es la aglutinación de la muestra de sangre en presencia del reactivo para así determinar de qué grupo sanguíneo se trata.

Una de las compañeras es A negativo por lo que se aglutinan A y AB.

En el caso de la otra compañera que es B positivo, deben aglutinar B y AB

En el caso de una compañera no ha salido la suficiente cantidad de sangre como para realizar la práctica. En la otra compañera si han salido los resultados esperados, B positivo.

• Conclusión. Incidencias:

Esta práctica me ha parecido muy interesante ya que el año pasado mis compañeras si habían hecho determinación del grupo sanguíneo pero yo no y me ha gustado ver e identificar la aglutinación que se debe de producir en cada caso.

Además se ha podido comprobar que los reactivos usados funcionan correctamente.

Por otro lado como incidencia lo que ha ocurrido ha sido que la sangre de una compañera no se encontraba en la cantidad suficiente como para ser detectada.

Práctica 5: Prueba para la detección cualitativa del antígeno de superficie del virus de la Hepatitis B

Prueba rápida para la detección cualitativa del antígeno de superficie del virus de la Hepatitis B (10/10/2019)

• Objetivo:

El objetivo de esta práctica es poder determinar en las muestras sanguíneas extraídas anteriormente la presencia o no del antígeno del virus de la Hepatitis B.

• Fundamento:

Linear HBsAg cassette es un inmunoensayo cualitativo de membrana para la detección del antígeno de superficie del virus de la Hepatitis B en suero o plasma humano a una concentración igual o superior a 1 ng/ml. 

La membrana está recubierta por anticuerpos anti-HBsAg en la región de la banda de la prueba.

• Materiales:

-Tubos Eppendorf que contienen suero (5 tubos)

-Gradilla de tubos Eppendorf

-Pipeta desechable

-Linear HBsAg cassette

-Papel de filtro

• Procedimiento:

Hay que atemperar, a temperatura ambiente (20-30ºC) el dispositivo, la muestra y/o controles antes del uso.

1. Sacar el cassette de la bolsa sellada y usarlo lo antes posible.
2. Colocar el cassette en una superficie plana y limpia.
3. Usar la pipeta desechable incluida y dispensar, 2-3 gotas de muestra de suero en el hoyo S y poner en marcha el cronómetro. Hay que evitar atrapar burbujas de aire en la muestra S, no agregar ninguna solución en el área de resultados.
4. A medida que la prueba comienza a trabajar, el color migra a través de la membrana.
5. Esperar a que aparezca la línea de color rojo. Leer los resultados a los 15 minutos de iniciar la prueba. No interpretar los resultados pasados 20 minutos.

   

• Conclusión. Incidencias.

En esta práctica mi grupo de inmunoglobulina A hemos usado el tubo 5 que corresponde a Sofía.

No hemos tenido ninguna incidencia a lo largo del proceso. Sin embargo una compañeras han tenido que repetir la prueba.

En los resultados se puede interpretar 3 variables:

-Positivo: Dos líneas rojas distintivas.

-Negativo: Una línea roja en el área de control C.

No válido: La línea de control no aparece.

A nosotros nos ha salido el resultado negativo.

  

Practica 4: Lectura de placa inmuno difusión radial de determinación de Ig M, Ig G e Ig A

Lectura de placa inmuno difusión radial de determinación de Ig M, Ig G, Ig A (10/10/2019)

• Objetivo:

En esta práctica lo que se pretende obtener es la determinación de la proteína por inmunodifusión radial ya que la proteína que se desea analizar, al difundir en gel de agarosa en el que se ha disuelto el anticuerpo específico, forma un inmunocomplejo visible como un anillo alrededor del pocillo de siembra.

• Fundamento:

La proteína que se va a analizar, al difundir por el gel de agarosa en el que se ha disuelto el anticuerpo específico forma un inmunocomplejo visible como un anillo alrededor del pocillo de siembra. 

El diámetro de este analito es proporcional a la concentración de la proteína analizada.

Esta proporcionalidad está en función del tiempo de migración.

• Materiales:

-Gradilla

-Tubos Eppendorfs que contienen suero.

-Placa (Ig A, Ig M, Ig G)

-Micropipeta (Dispensamos 1 microlitro)

-Puntas blancas de micropipetas

-Recipiente para depositar las puntas usadas

-Soporte de pipetas

• Procedimiento:

Esta práctica la hemos realizado como las anteriores por grupos de inmunoglobulinas. Lo que hemos hecho en primer lugar ha sido ver en que consistía la práctica con ejemplo de la profesora y así poder entenderlo. Después cada grupo ha realizado la técnica en sus respectivas placas. Estas estuvieron atemperándose nada más que llegamos del recreo.

A continuación lo que hicimos fue preparar los materiales mencionados anteriormente.

Una vez todo listo procedimos de manera que tomamos 1 microlito de cada uno de los sueros contenidos en los 5 tubos Eppendorfs y depositarlos en los pocillos de siembra de la placa, a nivel de la Ig A, Ig M y de la Ig G. Cuando ya habíamos depositado el volumen de suero en todos los pocillos de la placa tuvimos que dejarlo reposar. 

El tiempo de difusión y con ello el tiempo de lectura depende de la concentración y del tipo de la proteína analizada. En general, después de 72 horas, la difusión de cualquier proteína habrá finalizado.

Nosotros lo hicimos el jueves 10 y lo hemos revisado el lunes 14. 

• Conclusión. Incidencias.

Pasado los tres días hasta revisar las placas y hacer la correspondiente lectura, mi grupo de inmunoglobulina A y yo nos hemos dado cuenta de que apenas se puede ver o cuantificar del diámetro formado alrededor de cada pocillo de siembra. Esto no solo ha ocurrido a mi grupo y se ha llegado a la conclusión de que quizás depositamos poco volumen de suero. En el protocolo indicaba 5 microlitros pero hubo compañeras que lo intentaron y se salía del pocillo, entonces optamos por tomar 1 microlitro y pensamos que nos hemos quedado corto.

El resultado que hemos obtenido mi grupo y yo al realizar la placa ha sido el siguiente:

Inmunoglobulinas	Pocillo 1	Pocillo 2	Pocillo 3	Pocillo 4	Pocillo 5
Ig A	No se puede leer	4 mm.	4 mm.	4 mm.	3 mm.
	Pocillo 6	Pocillo 7	Pocillo 8	Pocillo 9	Pocillo 10
Ig G	No se puede leer	3 mm.	4 mm.	3 mm.	4 mm.
	Pocillo 11	Pocillo 12	Pocillo 13	Pocillo 14	Pocillo 15
Ig M	No se puede leer	No se puede leer	No se puede leer	3 mm.	3 mm.

Práctica 3: Extracción de suero a partir de una muestra de sangre

             Extracción de suero a partir de una muestra de sangre (3/10/2019)

• Objetivo:

El objetivo de esta práctica es conseguir obtener muestras de suero sanguíneo a partir de una muestra de sangre. Con esto lo que nos aporta es más seguridad y comodidad en técnicas de pipeteo por ejemplo y reforzar aquellos procesos que ya sabemos.

• Fundamento:

Esta técnica se basa en el concepto de suero sanguíneo. Este es el componente de la sangre que se obtiene al dejar la sangre, tras su centrifugación, coagular. Al eliminar el coágulo resultante.

• Materiales:

-Algodón

-Jeringuilla

-Aguja

-Alcohol 96º

-Ligadura

-Tubo de bioquímica amarillo sin anticoagulante (Nosotros hemos usado tubos de ensayo)

-Centrífuga

-Pipetas Pasteur estériles

-Gradillas para tubos de extracción sanguínea

-Gradillas para tubos Eppendorf

-Guantes

-Papel de filtro

• Procedimiento:

1. Extraemos sangre periférica y la recogemos en el tubo de extracción sanguínea, en nuestro caso tubos de ensayo con su gradilla correspondiente.
2. Dejar el tubos, nosotros obtuvimos 5, en la gradilla durante unos 30 minutos para favorecer la coagulación dado que después hay que extraer el coágulo.
3. Centrifugamos los tubos de sangre sin anticoagulante a 1500 g durante 15 minutos.
4. La fracción superior o sobrenadante tras la centrifugación que se observa con un aspecto claro y transparente y de un color amarillento, es el suero sanguíneo.
5. Después de la centrifugación, aspiramos cuidadosamente el sobrenadante, con la ayuda de una pipeta Pasteur, intentando en una aspiración. Alicuotar 0,5 ml del aspirado y depositamos en un tubo Eppendorf.
6. Conservar el suero en el tubo Eppendorf a 4ºC.

   

• Conclusión. Incidencias.

Esta práctica ha sido muy interesante ya que nunca había visto realmente cómo extraer suero. En general a mi grupo y al resto de mis compañeros les ha salido. La dificultad que tuvimos fue que los tubos tardaron en coagularse mas de 30 minutos y al principio no sabíamos el por qué. 

Práctica 2: Hemólisis con agua estilada de eritrocitos

 Hemólisis con agua destilada de eritrocitos (3/10/2019)

• Objetivos:

Esta práctica nos quiere informar más sobre las características de los eritrocitos y de su importancia cuando está en contacto con agua destilada y cuando lo está por ejemplo con suero fisiológico.

En ambas situaciones lo que va a ocurrir es diferente.

• Fundamento:

La práctica se basa en el fundamento del concepto de la hemólisis. Este concepto quiere decir la desintegración de los glóbulos rojos. Los eritrocitos o glóbulos rojos carecen de núcleo y orgánulos, por lo que no puede repararse y finalmente se lisan.

• Materiales:

1. Papel de filtro.
2. Reloj.
3. Centrífuga.
4. Rotulador de vidrio.
5. Tubos de ensayo.
6. Tubos de ensayo para centrífuga (cónicos).
7. Papel Para-film.
8. Gradilla.
9. Pipetas Pasteur de vidrio.
10. Vaso de precipitado.
11. Frasco lavador.
12. Agua destilada.
13. Suero fisiológico.
14. -Sangre venosa anticoagulada.

• Técnica:

Esta técnica consiste en poner en contacto una muestra de sangre por un lado con agua destilada y por otro lado con suero fisiológico y ver qué le ocurren a los eritrocitos.

La sangre cuando se pone en contacto con el agua destilado sufre la hemólisis de los eritrocitos. Esto sin embargo no ocurre en caso de mezclar la sangre con suero fisiológico.

En ambos casos, para ver el resultado previamente hay que centrifugar los tubos.

Elaboración propia

• Conclusión:

El resultado de la hemólisis que hemos obtenido se debe a que el agua no tiene la misma concentración de solutos que el plasma sanguíneo y en cambio el suero salino si se encuentra en las mismas condiciones que el plasma sanguíneo.

Fuente:

http://deliamm96cuadernopracticashema14.blogspot.com/2015/03/practica-estudio-de-la-fragilidad.html